Materialentnahme und Herstellung von Präparaten
1. Feinnadelaspiration von festen Geweben
Mit dieser Technik werden in erster Linie oberflächliche Umfangsvermehrungen und Läsionen, Lymphknoten und Parenchyme innerer Organe untersucht. Es werden 20 G bis 25 G Kanülen und 5 ml bis 20 ml Spritzen verwendet. Grundsatz: je weicher das zu aspirierende Gewebe ist, desto feinere Kanülen werden gewählt.
Nach Rasur und Desinfektion wird in das zu untersuchende Gewebe eingestochen (Abb.1a) und durch Zurückziehen des Kolbens auf die Hälfte des Zylinders ein Vakuum erzeugt (1b). Dann wird die Kanüle unter Aufrechterhaltung des Vakuums bis unter die Oberfläche des Gewebes zurückgezogen und zusätzlich mindestens zweimal in verschiedene Richtungen wieder eingestochen, um verschiedene Lokalisationen der Läsion zu aspirieren. Um zu verhindern, dass das aspirierte Material aus der Kanüle in die Spritze gelangt, wird das Vakuum durch Zurückgleitenlassen des Spritzenkolbens aufgehoben, während die Kanüle noch im Gewebe steckt (1c). Erst dann wird die Kanüle herausgezogen.
Die Kanüle wird wieder entfernt, Luft in die Spritze aspiriert, die Nadel wieder aufgesetzt und der Kanüleninhalt auf die Mitte eines oder mehrerer Objektträger ausgepresst. Der Ausstrich sollte direkt nach der Entnahme erfolgen. So kann eine Autolyse oder Koagulation der Probe in der Nadel vermieden werden.
Präparatherstellung: das Ziel des Ausstriches ist es, eine Probendicke von einer Zellschicht zu erreichen (Monolayer). Hierzu wird entweder die Technik zur Erstellung eines Blutausstriches angewandt (Abb.2), bei der mittels eines Deckgläschens das Probenmaterial ausgezogen wird. Eine andere Möglichkeit ist die Ausziehtechnik. Dazu legt man einen zweiten Objektträger oder ein (leichteres) Deckglas auf das aspirierte Material und wartet bis sich das aspirierte Material zwischen den Objektträgern verteilt. Dann werden die Objektträger ohne Druck in Längsrichtung auseinandergezogen (Abb.3).
Der zweite Objektträger kann quer wie in der Abbildung oder längs und leicht versetzt auf den ersten Objektträger gelegt werden. Die Präparate werden luftgetrocknet und vor dem Färben nicht weiter behandelt. Auf keinen Fall sollten die Präparate mit einem Fön oder gar mit einem Feuerzeug getrocknet werden, da dies zu einer hitzebedingten Zerstörung der Zellen führen kann. 
Abbildungen aus: Cowell, R.L. and R.D.Tyler, Diagnostic Cytology of the Dog and Cat Am.Vet. Publications 1989
2. Aspiration von Flüssigkeiten
Für die Punktion von Körperhöhlenergüssen sowie Synovia und Liquor cerebrospinalis werden beim Kleintier in der Regel 18 G Kanülen und 10 - 20 ml Spritzen verwendet. Es müssen aseptische Techniken zum Einsatz kommen. Eine Lokalanästhesie wird empfohlen, um Abwehrbewegungen des Tieres zu minimieren. Um Organverletzungen zu vermeiden, wird die Bauch- und Brustwand extrem schräg durchstochen. Die abgeschrägte Fläche der Kanüle sollte gegen die Serosa gerichtet sein, damit nicht aspiriertes Netz oder Organe die Nadel verstopfen. Falls nicht auf Anhieb Flüssigkeit gewonnen werden kann, sollte das Vakuum aufgehoben werden, die Nadel um 360° gedreht werden und anschließend ein erneuter Aspirationsversuch unternommen werden. Die aspirierte Flüssigkeit wird makroskopisch auf Trübungen und Verfärbungen überprüft.
Da diese Flüssigkeiten in der Regel sehr viel Fibrinogen enthalten, sollten sie für die zytologische und klinisch-chemische Untersuchung in ein EDTA-Röhrchen zur Gerinnungshemmung, für eine evtl. notwendige mikrobiologische Untersuchung in ein steriles Röhrchen ohne Zusatz überführt werden. Routinemäßig sollten das spezifische Gewicht, das Gesamteiweiß sowie die Zellzahl bestimmt werden. Als Faustzahl für die Mindestmenge eines einzusendenden Punktates kann 1 ml gelten, ab dieser Menge sind alle Untersuchungen durchführbar.
Liegt die Zellzahl über etwa 10.000/µl oder ist die Flüssigkeit getrübt, kann die normale Blutausstrichtechnik verwendet werden. Die Anfertigung von Ausstrichen aus den Punktaten sollte auf jeden Fall auch schon in der Praxis erfolgen. Die Zellerhaltung lässt während des Versandes durch Autolyse und mikrobielle Besiedlung sehr schnell nach.
Sind weniger Zellen vorhanden, oder ist die Flüssigkeit klar, sollte zentrifugiert werden (5 Minuten bei etwa 1500 bis 3000 Umdrehungen/Minute). Das Sediment wird in einem kleinen Rest an überstehender Flüssigkeit resuspendiert und auf einem Objektträger ausgestrichen.
3. Abklatsch-Präparate
Abklatsch-Präparate können von oberflächlichen Hautläsionen angefertigt werden. Der Objektträger wird hierzu leicht über die zu untersuchende Gewebsfläche abgerollt.
Geht es um den Nachweis oberflächlicher Infektionserreger, darf keine Reinigung der Lokalisation erfolgen. Bei einer Tumorfragestellung in ulzerierten Lokalisationen muss zunächst mit physiologischer Kochsalzlösung eine Reinigung zur Freilegung der Zellen erfolgen. Sehr feuchte /blutende Lokalisationen sollten vorsichtig trockengetupft werden um Aussicht auf relevante Zellen zu haben. In Zweifelsfällen oder um ganz sicher zu gehen, können auch beide Präparate (ungereinigt, gereinigt) hintereinander angefertigt werden.
Abklatsch-Präparate können auch von exzidierten Gewebeproben angefertigt werden. Dazu wird eine frische Schnittfläche geschaffen und die Flüssigkeit an der Schnittfläche mittels Fließpapier abgetupft. Die Kantenlänge der Gewebestücke sollte nicht mehr als ½ cm betragen. Dann wird das Gewebe mit Schnittfläche vorsichtig auf einen Objektträger getupft. Es empfiehlt sich, das Gewebe mehrmals auf den Objektträger zu tupfen, um verschieden dicke Präparate zu erhalten. Der Untersucher kann dann die Lokalisation mit der optimalen Zelldichte wählen.
4. Abschabung
Matrixreiche Gewebe wie z.B. mesenchymale Neoplasien schilfern nur schlecht Zellen ab. Von einer gereinigten Oberfläche oder von einer abgetupften Schnittfläche wird mit einer senkrecht zur Schabefläche gestellten Skalpellklinge, einem Objektträger oder einem Spatel Material abgeschabt, indem das Instrument mehrmals in gleicher Richtung über die Fläche hinweggeführt wird. Das Material wird auf den Objektträger überführt und mittels der Ausziehtechnik ausgestrichen.
5. Tupfer / Spezialbürsten
Diese Art der Probengewinnung wird bei oberflächlichen Geweben gewählt, z.B. bei Ohrabstrichen, Vaginal,- Zervical, Fistel- und Konjunktivalproben. Die sterilen Baumwolltupfer werden vor der Probenentnahme mit steriler Kochsalzlösung angefeuchtet, das Material wird durch Abrollen des Tupfers auf den Objektträger aufgebracht. Als Alternative zur Tupfermethode kann mittels kleiner Spezialbürsten das Probenmaterial entnommen werden.
6. Färbung
Die luftgetrockneten Präparate werden in der Praxis oder im Labor mit einer modifizierten hämatologischen Färbung nach Romanowski (z.B. Wright, May-Grünwald, Diff-Quick) angefärbt. Im Fall einer vorhergehenden, eigenen zytologischen Untersuchung durch den Einsender können auch die gefärbten Präparate eingeschickt werden. Falls gefärbte Präparate versandt werden, empfiehlt es sich zumindest ein Präparat ungefärbt mitzugeben, damit der Untersucher auch seine eigene, gewohnte Färbung durchführen kann. Diese Vorbeurteilung von zytologischen Präparaten wird von uns sehr empfohlen. Erfahrungsgemäß verbessert sich die Qualität der Ausstriche in sehr kurzer Zeit ganz außerordentlich, wenn der Einsender selbst eine zytologische Beurteilung durchführt.
Vor der Färbung sollte verschiedene Faktoren berücksichtigt werden. So sollten zytologische Präparate nie mit Formalin behandelt werden. Bereits Formalindämpfe reichen aus, um die Färbung/ Zellmorphologie zu beeinträchtigen. Bei einem Versand von zytologischen Präparaten und formalinfixierten Proben sollte der Versand daher getrennt erfolgen. Auch sonstige Fixierungen (Alkohol) sind zu vermeiden. Zytologische Färbungen bei denen eine Nassfixierung erforderlich ist
(z.B. Papanicolaou) spielen in der Praxis nur eine untergeordnete Rolle
